Hu Yong et al.:Cloning and Expression in E. coli of Chlamydomonas reinhardtii CrFtsZ3 Gene

摘要 FtsZ蛋白在原核细胞以及植物细胞叶绿体的分裂过程中发挥着重要作用。
为了研究叶绿体分裂装置的进化, 运用RT-PCR方法从莱茵衣藻中克隆了叶绿体分裂相关基因CrFtsZ3。 由于已经从衣藻细胞中克隆了一个ftsZ基因，
所以CrFtsZ3的克隆表明衣藻中已经存在两类不同的ftsZ基因, 这说明ftsZ基因的复制与分歧发生于绿藻的分化之前。 序列分析结果显示， CrFtsZ3所编码的蛋白质具有FtsZ蛋白的典型模体。进一步的原核表达与定位分析表明CrFtsZ3-GFP融合蛋白沿着宿主菌体的纵轴方向有规律地聚集成荧光点或荧光带，
并且CrFtsZ3蛋白过量表达明显干挠了宿主菌正常的细胞分裂过程， 说明衣藻CrFtsZ3蛋白能够识别宿主细胞内的分裂位点并影响细胞分裂过程，从而初步验证了它的生物学功能。

关键词 莱茵衣藻; RT-PCR; CrFtsZ3基因;
系统发生树; 融合表达

ftsZ(filamenting temperature sensitive
Z)是从大肠杆菌温度敏感型突变体中分离得到的一种与细胞分裂密切相关的基因［1］。 自从1980年首次从大肠杆菌中克隆到该基因后［2］， 又陆续在多种生物中发现了ftsZ基因的存在。
随后的研究表明， FtsZ蛋白作为原核细胞的骨架蛋白通常在细胞的分裂位点聚集形成一个环状多聚体(Z)环, 从而引发并控制原核生物的细胞分裂过程。 在正常的细胞分裂周期中，
ftsZ基因发挥着不可替代的作用， 如果胞内ftsZ基因的表达异常， 则会导致细胞分裂受阻并形成不分裂的长丝状细胞［3,4］。
依据内共生假说， 叶绿体起源于早期具有光合能力的原核生物与原始真核生物的内共生事件。 目前普遍接受的观点认为， 原核生物中的蓝细菌与叶绿体在起源上有着较近的亲缘关系［5,6］。
在分裂方式上， 叶绿体与细菌同样采用相似的二分裂模式， 因此很早以前人们就认为叶绿体可能与细菌具有类似的分裂机制。 这一观点随着植物ftsZ基因的发现而逐渐得到证实。
1995年， Osteryoung等［7］首次从高等陆生植物拟南芥核基因组中发现了E.coli ftsZ的类似物。 利用反义RNA或基因剔除技术抑制ftsZ基因的表达后，
发现叶绿体分裂受阻， 形成球状的或丝状的巨大叶绿体［8,9］。 我们的研究结果表明， ftsZ基因的过量表达也会导致叶绿体分裂受阻， 并出现异常的叶绿体表型［10,11］。
这些研究结果表明， FtsZ蛋白在叶绿体的分裂中起主导作用， 叶绿体与E.coli细胞可能存在相似的基本分裂装置。 但与细菌中仅存在单拷贝的ftsZ基因不同，
植物中的ftsZ基因已经分歧为两个小的家族［9,12］。 最近的研究表明二者均与叶绿体的分裂相关， 然而不同的FtsZ蛋白是否存在功能上的分歧并没有形成一致的观点［10,13～16］。
衣藻属于单细胞绿藻， 在现存的所有单细胞真核藻类中， 绿藻是与陆生植物亲缘关系最近的一支。 由于衣藻为单细胞真核生物， 并且仅含有一个巨大的杯状叶绿体，
因而衣藻是研究叶绿体分裂机制的极好材料。 本文从衣藻细胞中克隆了叶绿体分裂相关基因CrFtsZ3， 并初步验证了它的功能， 另外， 从进化角度对植物中ftsZ基因的分歧进行了初步探讨，
为进一步研究叶绿体的分裂及其调控机制打下了良好的基础。

1 材料和方法(Materials and Methods)
1.1 材料及培养
莱茵衣藻(Chlamydomonas reinhardtii)购自中国科学院武汉水生生物研究所, 培养温度为22～26 ℃, 12/12 h光暗培养，
严格控制光照3个周期后即可实现同步化培养， 参见衣藻手册［17］。
1.2 菌株、载体、工具酶及试剂
E.coli DH5α菌株、载体pBluescript II KS+由本室保存； 克隆载体pMD18-T vector购自大连宝生物公司； 引物由上海生工公司合成；
反转录试剂盒、LA Taq(GC buffer)酶购买于大连宝生物公司； 限制性内切酶、T4 DNA连接酶购自华美生物工程公司； dNTP与DNA电泳凝胶回收试剂盒购自上海生工公司；
其他试剂及培养基购自华美、生工、鼎国等公司。
1.3 cDNA克隆
根据原核细胞中FtsZ蛋白的保守氨基酸序列, 设计了一对简并引物用于扩增衣藻ftsZ cDNA, 为了方便后续操作， 在引物两端加上EcoRI酶切位点(斜体部分)。
MP1:5′-CTTGAATTCAA(T/C)GC-NGTNAA(T/C)CGNATG-3′和MP2:5′-CTTGAATTCAC(A/G)TC(A/T/G)GC(A/G)AA(A/G)TCNAC(A/G)TT-3′。
采用TaKaRa RNA PCR试剂盒(AMV) Ver.2.1逆转录合成cDNA第一链, 操作均按试剂盒说明进行。 取2 μl逆转录产物进行PCR扩增，
优化的PCR反应条件为94 ℃预变性1 min； 随后94 ℃ 30 s, 50 ℃ 30 s, 72 ℃ 1 min, 30个循环； 最后72 ℃
10 min。 PCR 产物经EcoRI酶切后， 克隆到经EcoRI酶切后的pBluescript II KS(+)载体上。 筛选不同的阳性克隆送大连宝生物公司测序，
并将测序结果命名为CrFtsZ3。 将测序结果在衣藻EST库进行BLAST检索后发现与衣藻的多个EST克隆重叠, 利用BioEdit拼接该基因全序列。
为了对所得序列进行验证， 设计引物3-HyFs-1： 5′-AAG CTC TGA GCG CCA CTG AGT CTA C -3′； 3-HyFs-4：
5′-TGT GGG AAG GAT TGG ACA CGT G-3′； PCR扩增CrFtsZ3的全长序列， 然后克隆到pMD18-T vector上，
筛选阳性克隆送大连宝生物公司测序。
1.4 序列比较与分析
通过BLAST及BLAST WU程序对衣藻EST数据库(http:
//www.biology.duke.edu/chlamy-genome/blast/blast-form.html)进行序列同源性检索;
利用PROSITE(http:
//www.Tokyocenter.genome.ad. jp/SIT/MOTIF.html) 对蛋白质模体进行检索。 FtsZ蛋白的亚细胞定位预测利用PSORT在http:
//psort.ims.u-tokyo.ac.jp完成。 序列间的pairwise比较利用ClustalX程序完成。 用于分子谱系分析的真核FtsZ蛋白序列一部分由本实验室获得，
其余真核及原核FtsZ蛋白序列通过BLAST程序对GenBank检索获得。
1.5 融合表达质粒pLGZ3的构建及重组质粒的鉴定
根据所克隆的CrFtsZ3 cDNA序列设计一对引物， 在上游引物3HYLZS-5的5′端加上BamHI酶切位点， 在下游引物2HYLZAS-3的5′端加上SacI和SalI酶切位点，
并去除CrFtsZ3本身的终止密码子， 以便与绿色荧光蛋白基因同框翻译。 根据egfp的序列设计引物GFP4、GFP5, 并分别在其两端加上酶切位点SalI和SacI。
各引物序列如下(黑体部分为酶切位点)：
3HYLZS-5： 5′-CT GGATCC(BamHI) CAT GCT GGC CTC CAG TTC TC-3′
3HYLZAS-3： 5′-GC GAGCTC(SacI) AGTCGAC(SalI) CAG
AAT GCT GCC GCC CAG -3′
HYLGFP5： 5′-GT GTCGAC(SalI) CCG GTC GCC ACC ATG GTG-3′
HYLGFP4： 5′-GGC GAGCTC(SacI) TTA CTT GTA CAG CTC GTC-3′
扩增CrFtsZ3的PCR反应条件: 以CrFtsZ3 cDNA全长为模板， 预变性1 min； 然后94 ℃ 30 s, 55 ℃ 30 s, 72
℃ 1 min, 共进行15个循环； 最后72 ℃延伸5 min。 扩增egfp的反应条件为： 以Clonetech 公司的pEGFP质粒为模板，
预变性1 min； 然后94 ℃ 30 s, 60 ℃ 30 s, 72 ℃ 30 s， 94 ℃ 30 s， 45 ℃ 30 s, 72 ℃ 30
s, 共进行8个循环。 CrFtsZ3 PCR产物经琼脂糖凝胶电泳纯化回收后， 以BamHI+SacI双酶切， 然后以无水乙醇－20 ℃沉淀回收，
得到纯化的片段， 并将它克隆到经BamHI+SacI双酶切的pGEM11Zf(－)载体上， 转化JM109感受态菌， 在选择培养基上筛选阳性转化子，
命名为pGYZ3。 之后再将pGYZ3用SalI+SacI双切， 回收酶切产物， 并将它与经过同样双酶切的egfp PCR产物进行连接转化， 筛选阳性克隆，
将其命名为pGYgZ3。 最后将该质粒用BamHI+SacI双酶切， 将酶切DNA片段回收后连接到经同样酶切的pBluescript II KS(+)上,
筛选阳性克隆， 命名为pLGZ3。
1.6 融合表达质粒pLGZ3在大肠杆菌JM109中的表达及显微观察
将转化有融合表达质粒pLGZ3的大肠杆菌JM109在选择培养基上划板（含ampR，80 mg/L）培养后， 挑取单菌落于液体培养基中37 ℃摇培过夜，
次日以1∶100比例取过夜培养物分别接种于含有0 mmol/L和1 mmol/L IPTG的LB液体培养基中（含ampR，80 mg/L）， 在37
℃摇培5 h； 同时对转化有pEGFP质粒的大肠杆菌JM109做同样的处理， 最终以1 mmol/L的IPTG加以诱导以作为融合表达质粒pLGZ3的对照体系。
将上述处理的JM109细菌培养物与等体积预热的0.5%低熔点琼脂糖混匀后滴于无荧光载片上， 压片后采用蓝光激发和标准滤光片进行荧光观察。 同时， 将不同处理的所有JM109细菌培养物稀释后滴于载玻片上，
用酒精灯加热固定菌体， 滴加复红染料染色1 min, 用清水冲洗， 压片观察细菌形态。 上述显微观察均采用Leica DMRE型多功能显微镜， 图象通过Leica
DC200数码照相机采集。

2 结果(Results)
2.1 衣藻CrFtsZ3基因的克隆与序列分析
设计简并引物利用RT-PCR技术扩增得到了长约570 bp的强扩增带， 将测序结果在衣藻EST数据库进行WU-BLAST比较， 发现该片段与多个EST克隆重叠(BE337377；
BG861299； BG859700； BG848670； BG848671； AV392997； BE337376； BI531555； BG848668；
BG861298； BG859699； BG848669)， 根据这些EST序列重新设计引物, 扩增得到了衣藻CrFtsZ3基因的全长cDNA序列。

Fig.1 Comparison of the predicted
amino acid sequence of CrFtsZ3 with the other FtsZs
Underlined sequences are the two conserve regions FTSZ-1:VIGVGGGGSNAVNRM(PROSITE:PS01134)
and FTSZ-2:FATAGMGGGTGGS/TGAAPV/IV/IA(PROSITE;PS01135). AsFtsZ1-1(Arabidopsis
thaliana), U39877; NtFtsZ1-1(Nicotiana tabacum), AJ133453; CrFtsZ2(Chlamydomonas
reinhardtii), AF449446; CrFtsZ3(Chlamydomonas reinhardtii), AB084236;
EcFtsZ(Escherichia coli), AE000119； SynFtzZ(Synechococcus),
AF076530.

CrFtsZ3 cDNA全长2064 bp, 5′-UTR为78个核苷酸，
开放阅读框(ORF)为1437 bp, 3′-UTR为490个核苷酸, 共编码479个氨基酸(该序列已在GenBank登录， 登录号为AB084236)。
通过序列同源性比较分析， 衣藻CrFtsZ3具有FtsZ蛋白的典型模体， FTSZ－1: GSNAVNRM(PROSITE； PS01134)和FTSZ－2:
FATAGMGGGTGS/TGAAPV/IV/IA (PROSITE； PS01135)， 以及与真核微管蛋白相同的GTP结合位点（GGGTGT/SG），
同时与不同物种中的FtsZ蛋白具有明显的同源性（表1）。 PSORT预测CrFtsZ3蛋白定位于叶绿体基质的可能性为93.8％； 利用TagetP预测CrFtsZ3蛋白定位于叶绿体的可能性为85.6％，
N端70个氨基酸残基为预测的叶绿体导入肽序列。
2.2 融合表达质粒pLGZ3的构建及其在大肠杆菌JM109中的表达
构建CrFtsZ3-GFP的融合质粒， 并将pLGZ3送测序公司进行进一步鉴定。 正常的大肠杆菌长为2～6 μm， 以pEGFP质粒转化的大肠杆菌JM109，
在IPTG诱导前后菌体没有发生明显变化， 细胞的长度在2～6 μm之间［图2(a)， 2(b), 3(a)］； 而以融合表达质粒pLGZ3转化的大肠杆菌JM109，
在IPTG诱导前后菌体形态发生了明显变化。 未经IPTG诱导的pLGZ3转化菌菌体大小与对照菌大小形态相似［图2(c)］。 而经IPTG诱导后， 细菌菌体比对照菌长出约5～15倍［图2(d),
图3(b)， 图3(c), 图3(d)］， 个别细菌甚至长约180 μm［图3(c)］。 这些表型与大肠杆菌中ftsZ突变体表型类似［1］。 实验结果说明CrFtsZ3基因的表达影响了大肠杆菌的正常分裂过程。
在IPTG的诱导下， 含有pEGFP质粒的大肠杆菌（对照菌）的菌体形态没有明显变化， 整个细胞内都充满荧光［图3(a)］。 而CrFtsZ3-EGFP融合蛋白在宿主菌中的表达致使宿主菌菌体形态发生了明显的变化。
通过荧光观察发现， 沿宿主菌菌体纵轴方向有规律地分布着荧光点［图3(b), 3(c), 3(d)］， 我们认为这些荧光聚集的区域是宿主菌中潜在的分

Table 1 Percent amino acid sequence identity between FtsZ proteins from
different organisms

	AtFtsZ1-1	AtFtsZ2-1	AtFtsZ2-2	NtFtsZ1-1	NtFtsZ2-1	GlFtsZ	PpFtsZ1	PsFtsZ	CrFtsZ2	CrFtsZ3	SynFtsZ	EcFtsZ
AtFtsZ1-1		40.5	43.0	76.2	40.4	41.0	41.5	76.1	38.8	49.4	46.0	35.6
AtFtsZ2-1			74.2	41.3	74.6	70.5	60.8	40.6	43.1	38.5	46.4	32.4
AtFtsZ2-2				43.7	68.7	66.5	60.2	42.6	50.8	39.5	54.3	38.4
NtFtsZ1-1					42.5	42.8	42.9	77.4	39.8	50.4	46.1	37.1
NtFtsZ2-1						81.3	62.0	40.7	42.8	39.1	47.6	32.5
GLFtsZ							60.4	41.4	43.6	38.6	45.1	31.1
PpFtsZ1								41.4	46.9	39.8	49.3	33.1
PsFtsZ									39.5	50.7	46.9	37.0
CrFtsZ2										38.3	50.6	35.8
CrFtsZ3											40.3	36.9
SynFtZ												42.0

The numbers in bold indicate amino
acid sequence identity between CrFtsZ3 proteins and other FtsZs.

Fig.2 Expression of the Chlamydomonas
reinhardtii CrFtsZ3 in E.coli
(a)Control, without IPTG. (b)Control, with IPTG for 5 h. (c) E.coli
cells contain plasmid pLGZ23, without IPTG. (d) E.coli cells contain
plasmid pLGZ3 with IPTG for 5 h. The bars are all 10 μm.

Fig.3 Intracellular location
of CrFtsZ3-EGFP fusion protein in E.coli
(a) E.coli contain pEGFP plasmids, with IPTG induction for 5 h;
(b) E.coli overexpression CrFtsZ3/GFP showing filamentous phenotype;
(c), (d)E.coli contain pLGZ3 plasmids, GFP fluorescence representing
the location of CrFtsZ3 protein. The bars in picture are all 10 μm.

裂位点。 由于不同的细菌细胞以及同一细胞不同部位的生长状况并不完全相同，
因而细菌中两个相邻的荧光点间的间距大小存在一定的差别, 但其长度范围与正常大肠杆菌的长度相一致。 以上实验结果表明， 衣藻CrFtsZ3蛋白能够识别宿主菌中分裂位点的定位信号，
并且可以与宿主菌中的内源蛋白质相互作用而参与分裂装置的组成， 从而在分裂位点聚集， 所以在这些区域形成了荧光点； 同时， 外源CrFtsZ3蛋白的过量表达也严重干扰了宿主菌的正常分裂过程。
这一现象与用GFP标记的内源FtsZ蛋白在大肠杆菌中的过量表达结果相似［18］, 也与烟草ftsZ基因的原核表达结果相似［19,20］。
2.3 FtsZ分子进化分析
用PHYLIP version 3.6a2.2软件包， 采用邻结法(Neighbor-joining, NJ)重建了FtsZ的系统发生树（图4）。
为了避免密码子偏好的影响, 所有的谱系分析均取用FtsZ蛋白的氨基酸序列进行。 选择23个FtsZ蛋白进行进化分析。 通过系统发生树我们可以看出，
无论对于原核生物还是陆生植物来说， 基于FtsZ的氨基酸序列所重建的系统树与利用rRNA序列重建的系统树的拓扑结构是一致的 ［22］， 该系统树的拓扑结构也与前人的分析一致
［21～23］。 目前， 人们在绝大多数自由生活的原核生物中发现的ftsZ基因都以单拷贝形式存在， 而植物中的ftsZ已经分歧为两个小的家族。 该系统发生树显示我们从莱茵衣藻中分离得到的CrFtsZ3属于ftsZ1家族，
另一个衣藻ftsZ基因属于ftsZ2家族（图4）。 系统发生树中所有的光合生物聚为一支， 说明叶绿体分裂相关的ftsZ基因与蓝细菌的ftsZ基因有着共同的起源，
这为叶绿体的内共生起源假说提供了新的分子生物学证据。

Fig.4 Phylogenetic relationship
between two plant FtsZ groups
Total 23 representative full-length FtsZ amino acid sequences were aligned
with ClustalW. The trees were generated using TreeView with neighbor joining
method. Branch numbers represent as percentage of bootstrap values in 100
resampling replicates. GenBank accession numbers are followed: Arabidopsis
thaliana: AtFtsZ1-1, U39877; AtFtsZ2-1, AF089738; AtFtsZ2-2, AF384167;
Nicotiana tabacum: NtFtsZ1-1, AJ133453; NtFtsZ1-2, AF205858; NtFtsZ2-1,
AJ271750; Gentiana lutea: GlFtsZ, AF205859; Pisum sativum:PsFtsZ,
Y15383; Physcomitrella patens: PpFtsZ1, AJ001586; PpFtsZ2, AJ249140;
Chlamydomonas reinhardtii: CrFtsZ2, AF449446; CrFtsZ3, AB084236; Escherichia
coli:EcFtsZ, AE000119; Neisseria meningitides: NmFtsZ, U43329;
Neisseria gonorrhoeae: NgFtsZ, U76537; Buchnera aphidicola:
BaFtsZ, AF012886; Anabaena sp.: AnaFtsZ1, U11408; Synechococcus:
SynFtsZ, AF076530; Prochlorococcus: ProFtsZ, AJ011025; Methanococcus
jannaschii: MjFtsZ1, U67490; MjFtsZ2, U67510; Pyrococcus abyssi:
PaFtsZ1, AJ248283; PaFtsZ2, AJ248287.

3 讨论（Discussion）
迄今为止， 人们已经在绝大多数原核生物中发现了ftsZ基因的存在， 并且不同物种中的ftsZ基因在序列和结构上呈现高度的保守性。 近年来， 人们进一步发现FtsZ蛋白与植物细胞中叶绿体的分裂有着密切关系。
但与细菌中仅存在单一拷贝的ftsZ基因不同， 植物中的ftsZ基因已经分歧为两个不同的家族， 并且在同一家族中含有不同的ftsZ成员［14,24］。 在现存的所有单细胞真核藻类中，
绿藻是与陆生植物亲缘关系最近的一支。 蓝藻细胞仅有一个ftsZ基因［14,24], 在研究过的真核藻类中目前也只是发现了一个叶绿体分裂相关ftsZ基因,
那么在整个植物的进化过程中ftsZ基因数量的增加发生于哪个进化阶段？我们已经从衣藻细胞中克隆了属于ftsZ2家族的CrFtsZ2基因［25］， 属于ftsZ1家族的CrFtsZ3基因的克隆说明衣藻细胞中已经存在两类不同的ftsZ基因。
这说明植物中ftsZ家族产生分歧的时间要早于绿藻的分化或者更早。 此外， 由于衣藻细胞中仅含有一个叶绿体， 这与高等植物中抑制任何一个ftsZ基因的表达或者过量表达所产生的叶绿体表型相类似［8～11］，
衣藻中发现两个不同类别的ftsZ基因暗示衣藻细胞单一叶绿体的发生与ftsZ的拷贝数没有必然的联系。
为了研究真核生物FtsZ蛋白与原核生物FtsZ蛋白的相互作用以及叶绿体的分裂机制, 我们将CrFtsZ3与egfp基因构建成融合表达质粒pLGZ3后，
转化大肠杆菌进行表达与定位分析。通过对转化菌菌体形态的显微观察， 发现CrFtsZ3的表达严重干扰了宿主菌细胞的正常分裂。 我们认为图3(b)(c)(d)中每一个荧光亮点都代表了宿主菌中潜在的分裂位点。
另外， 从衣藻中克隆的属于ftsZ2家族的CrFtsZ2基因［25］， 在大肠杆菌中的荧光定位分析结果与本文报道的CrFtsZ3的结果相同， 即衣藻中两个家族的ftsZ基因均能够正确识别宿主菌体内的分裂位点，
从而在分裂部位聚集形成荧光点； 同时在外加IPTG诱导时， 来源于衣藻的2个FtsZ蛋白的表达严重干扰了宿主菌的正常分裂活动， 并导致宿主菌形成长丝状细胞。
以上试验结果揭示了衣藻不同家族的ftsZ基因与大肠杆菌的ftsZ基因在维持正常的细胞分裂过程中可能担负着的相似的功能。 但植物中ftsZ基因数目的增加以及分化暗示着植物叶绿体的分裂机制要比原核细胞的分裂机制更为复杂。
本文的研究工作不仅初步验证了衣藻CrFtsZ3的生物学功能， 而且为深入揭示叶绿体分裂的分子机制打下了扎实的基础。

感谢王彩华老师在图片采集工作中所提供的帮助。

References
1 Hirota Y. Thermosensitive mutants of E. coli affected in the process of
DNA synthesis and cell division. Cold Spring Harbor Symp. Quant Biol, 1968,
33: 677
2 Lutkenhaus JF, Wolf-Watz H, Donachie WD. Organization of genes in the ftsA-envA
region of the Escherichia coli genetic map and identification of a new fts
locus (ftsZ). J Bacteriol, 1980, 142(2): 615－620
3 Bi EF, Lutkenhaus J. FtsZ ring structure associated with division in Escherichia
coli. Nature, 1991, 354(6349): 161－164
4 Addinall SG, Bi E, Lutkenhaus J. FtsZ ring formation in fts mutants. J Bacteriol,
1996, 178(13): 3877－3884
5 Margulis L. Origin of Eukaryotic Cells. New Haven, CT： Yale University Press,
1970
6 Gray MW. The endosymbiont hypothesis revisited. Int Rev Cytol, 1992, 141:
233－357
7 Osteryoung KW, Vierling E. Conserved cell and organelle division. Nature,
1995, 376(6540): 473－474
8 Strepp R, Scholz S, Kruse S, Speth V, Reski R. Plant nuclear gene knockout
reveals a role in plastid division for the homolog of the bacterial cell division
protein FtsZ, an ancestral tubulin. Proc Natl Acad Sci USA, 1998, 95(8): 4368－4373
9 Osteryoung KW, Stokes KD, Rutherford SM, Percival AL, Lee WY. Chloroplast
division in higher plants requires members of two functionally divergent gene
families with homology to bacterial ftsZ. Plant Cell, 1998, 10(12): 1991－2004
10 Wang D, Kong DD, Ju CH, Hu Y, He YK，Sun JS. Effects of tobacco plastid
division genes NtFtsZ1-1 and NtFtsZ1-2 on the division and morphology of chloroplasts.
Acta Botan Sin, 2002, 44(7): 838－844
11 Kong DD, Ju CL, Wang D, Hu Y, Zhu ZQ, He YK, Sun JS. Cloning and functional
analysis of chloroplast division gene NtFtsZ2-1 in Nicotiana tabacum. Prog
Nat Sci, 2003, 13(5): 22－26
12 Osteryoung KW, McAndrew RS. The plastid division machine. Annu Rev Plant
Physiol Plant Mol Biol, 2001, 52: 315－333
13 Fujiwara M, Yoshida S. Chloroplast targeting of chloroplast division FtsZ2
proteins in Arabidopsis. Biochem Biophys Res Commun, 2001, 287(2): 462－467
14 McAndrew RS, Froehlich JE, Vitha S, Stokes KD, Osteryoung KW. Colocalization
of plastid division proteins in the chloroplast stromal compartment establishes
a new functional relationship between FtsZ1 and FtsZ2 in higher plants. Plant
Physiol, 2001, 127(4): 1656－1666
15 Miyagishima SY, Takahara M, Mori T, Kuroiwa H, Higashiyama T, Kuroiwa T.
Plastid division is driven by a complex mechanism that involves differential
transition of the bacterial and eukaryotic division rings. Plant Cell, 2001,
13(10): 2257－2268
16 Kuroiwa H, Mori T, Takahara M, Miyagishima SY, Kuroiwa T. Chloroplast division
machinery as revealed by immunofluorescence and electron microscopy. Planta,
2002, 215(2): 185－190
17 Harris EH. The Chlamydomonas Sourcebook: A Comprehensive Guide to Biology
and Laboratory Use. San Diego, California: Academic Press, 1989
18 Ma X, Ehrhardt DW, Margolin W. Colocalization of cell division proteins
FtsZ and FtsA to cytoskeletal structures in living Escherichia coli cells
by using green fluorescent protein. Proc Natl Acad Sci USA, 1996, 93(23):
12998－13003
19 Wang D, Kong DD, Ju CL, Hu Y, He YK, Sun JS. Localization of two GFP-tagged
tobacco plastid division protein NtFtsZs in Escherichia coli. Acta Botan Sin,
2002, 44(8): 931－935
20 Wang D, Kong DD, Hu Y, Ju CL, He YK, Sun JS. Cloning of two plastid division
ftsZ genes from Nicotiana tabacum and their expression in E.coli. Prog Nat
Sci, 2002, 12(2): 909－915
21 Faguy DM, Doolittle WF. Cytoskeletal proteins: The evolution of cell division.
Curr Biol, 1998, 8(10): R338－R341
22 Beech PL, Nheu T, Schultz T, Herbert S, Lithgow T, Gilson PR, McFadden
GI. Mitochondrial FtsZ in a chromophyte alga. Science, 2000, 287(5456): 1276－1279
23 Beech PL, Gilson PR. FtsZ and organelle division in Protists. Protist,
2000, 151(1): 11－16
24 Kiessling J, Kruse S, Rensing SA, Harter K, Decker EL, Reski R. Visualization
of a cytoskeleton-like FtsZ network in chloroplasts. J Cell Biol, 2000, 151(4):
945－950
25 Hu Y, Wang D, Kong DD, Ju CL, He YK. Cloning and phylogenetic analysis
of CrFtsZ2 in Chlamydomonas reinhardtii. Chinese J Biochem Mol Biol, 2003,
19(1): 127－132

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Received: March 31, 2003    
Accepted: May 18, 2003

This work was supported by a grant from the National Natural Science Foundation
of China (No. 39670165) *Corresponding author: Tel, 86-871-5192476; Fax, 86-871-5191823;
e-mail, [email protected]

 

Updated at: 12-18-2003